Sonuç olarak; bu çalışmada KKKAV enfeksiyonuna karşı sığırlarda %17, koyunlarda ise %37 oranında antikor pozitifliği belirlendi. Ülkemizde evcil çiftlik hayvanlarının KKKAV enfeksiyonunun epidemiyolojisinde ve bulaşmasındaki rolleri ile ilgili kapsamlı çalışmaların gerektiği kanısına varıldı.

Kırım Kongo Kanamalı Ateşi klinik olarak ilk kez 1944–1945 yıllarında, Kırım'da Nazi işgalinden kurtulan köylülere yardım eden Sovyet askerlerinde görülmüştür². Özbekistan'da yöresel adı ile hastalık yüzyıllardır ‘Khungribta (kan emen), Khunymuny (burun kanaması) ve Karakhalak (kara ölüm)' gibi isimlerle anılmıştır³.

Kırım Kanamalı Ateş virüsü (KKAV) enfekte hastalardan alınan kanın farelere intraserebral inokülasyonu sonucunda izole edilmiştir^1,2. KKAV, 1956 yılında Zaire'de ateşli bir hastadan izole edilen Kongo virüsünden⁴ antijenik olarak ayırt edilememiş ve bunun sonucunda Avrasya^5, Asya⁶ ve Afrika⁷ suşlarının ortak antijenik yapısı Kırım Kanamalı Ateşi-Kongo ve daha sonra da KKKA adını almıştır⁸.

Türkiye'de KKKA üzerine seroepidemiyolojik çalışma ilk kez 1970 yılında Ege Bölgesi'nde yapılmış ve 1074 insan serumunun 96'sında (%9.2) hemaglutinasyon inhibisyon (HI) testi ile antikor pozitifliği belirlenmiştir⁹.

Klinik olarak ilk kez 2002 yılının ilkbahar ve yaz aylarında özellikle, Tokat, Sivas, Çorum, Amasya, Yozgat, Gümüşhane, Bayburt, Erzurum, Erzincan ve çevresi olmak üzere İç ve Doğu Anadolu Bölgeleri'nin kuzeyi ile Karadeniz Bölgesi'nin güney kısımlarını kapsayan geniş bir coğrafi alanda ve kene teması öyküsü olan, ateş ve kanama ile seyreden bir salgın dikkati çekmiş, 2003 yılında da hastalığın KKKA hastalığı olduğu anlaşılmıştır¹⁰–¹². Sonraki yıllarda Kastamonu, Bartın, Ankara, Çankırı, Bolu, Balıkesir¹⁰ ve Isparta illerinde de vakaların ortaya çıkması ile hastalığın görüldüğü alan daha da genişlemiştir¹³.

Kırım Kongo Kanamalı Ateş virüsü günümüze kadar 31 kene türünden (29 Ixodidae, 2 Argasidae) izole edilmiştir^1,2. Hyalomma cinsine ait kene türleri hastalığın temel vektörleri olup şu ana kadar yedi kene türünün H.marginatum marginatum, H.marginatum rufipes, H.marginatum turanicum, H. anatolicum anatolicum, Dermacentor marginatus, Rhipicephalus rossicus, Amblyomma variegatum virüsün vektörü olduğu bildirilmiştir².

Kırım Kongo Kanamalı Ateş virüsü'nün izole edildiği kene türlerinden H.marginatum marginatum ülkemizin çeşitli iklim bölgelerinde bulunmakta ve ülkemizde KKKAV'ın epidemiyolojisinde önemli bir yer tutmaktadır^9,14,15.

Ülkemizde hastalığın çıkmış olduğu odaklardan ve çevresinden 1015 kene toplanmış ve H. marginatum marginatum ve R. bursa kene türlerinin yaygın olarak bulunduğu saptanmıştır. Toplanan 1015 keneden 69 kene havuzu oluşturularak Reverse Transkiriptaz Polimeraz Zincir Reaksiyonu ile (RT-PZR) toplam dört kene havuzunda (H. marginatum marginatum ve R. bursa kene havuzlarında) virüs genomu tespit edilerek hangi kene türlerinin KKKAV'ı taşıdığı ortaya konulmuştur¹⁵.

Virüsün evcil (sığır, koyun, keçi, deve, vb.) ve yabani (buffalo, zürafa, gergedan, vb.) hayvanlarda enfeksiyona neden olduğu belirtilmektedir¹⁷–²⁰. Enfeksiyon hayvanlarda enfekte kenelerin ısırması ile oluşmakta ve hafif seyir izlemektedir^8,20. Yabani tavşanlar ve domuzların virüsün en önemli memeli rezervuarları olduğu bildirilmiştir⁸.

Hastalığın tanısında virüs antijenlerinin tespiti ve virüse karşı oluşan antikorların varlığını belirlemek için, reverse pasif hemaglutinasyon inhibisyon testi (RPHI), indirekt fluoresan antikor testi (IFAT), enzyme-linked immunosorbent assay (ELISA), agar jel difüzyon presipitasyon testi (AGDP),solid-phase radioimmunassay (SPRIA), hemaglutinasyon (HA), HI ve nötralizasyon (N), indirekt hemaglutinasyon inhibisyon (IHAI), indirekt hemaglutinasyon (IHA), immunodifüzyon (ID), komplement fiksasyon testi (CFT) serolojik teknikler⁸ ve virüsün genomunu belirlemek amacı ile RT-PZR ve Real-time PZR gibi moleküler tanı yöntemleri kullanılmaktadır³.

Seroepidemiyolojik çalışmalar KKKA'nın görüldüğü bölgelerde enfekte evcil hayvanlar arasında en yüksek prevalansın koyun, keçi ve sığırlarda olduğunu ortaya koymaktadır²⁰.

Hastalık; Irak'ta²¹ koyun, keçi ve sığırlarda, İran'ın kuzeydoğusunda^22, koyun ve keçilerde, Tahran kentinde²⁰ koyunlarda, İsfahan,²³ Hamadan ve Bahar bölgelerinde²⁴ koyunlarda, Suudi Arabistan'da²⁵ koyun, keçi ve sığırlarda, Birleşik Arap Emirlikleri'ne²⁶ Somali, İran, Pakistan ve Sudan'dan getirilen koyun, keçi, sığır ve develerde, Güney Afrika'nın çeşitli bölgelerinde ve Zimbabwe'de¹⁶ sığırlarda, Umman'ın Sultanat kentinde²⁷ ve Mısır'da²⁸ koyun, keçi ve sığırlarda, Senegal'de²⁹ ve Çin'in Xinjiang bölgesinde³⁰ koyunlarda, Moritanya, (31) Nijerya³² ve İran'da³³ sığırlarda, Kosova ve Makedonya'nın farklı bölgelerinde³⁴ sığır ve koyunlarda serolojik olarak tespit edilmiştir.

Ülkemizde ise Tarım ve Köyişleri Bakanlığı ve Ankara Üniversitesi Veteriner Fakültesi tarafından Tokat iline bağlı 60 köyde 400 sığır üzerinde çalışılmıştır⁹.

Bu çalışmada, Elazığ, Samsun, Sivas, Tokat ve Yozgat illerindeki sığır ve koyunlarda KKKAV enfeksiyonunun seroprevalansının araştırılması amaçlandı.

Büyütmek İçin Tıklayın

Tablo 1: Çalışma materyallerinin temin edildiği iller ve köyler.

Örneklerin Toplanması: Kan örnekleri, 2006 yılı Temmuz-Ağustos aylarında ve 2007 yılı Mayıs ayında toplandı. Hayvanların klinik muayenesini takiben serolojik analizler için her hayvanın vena jugularisinden 10 ml'lik vakumlu tüplere kan alındı. Laboratuara getirilen kan örnekleri 3000 rpm'de 10 dakika santrifüj edildi. Elde edilen serum örnekleri kullanılıncaya kadar -20 °C'de muhafaza edildi.

Serolojik İnceleme: Serolojik analizler, Refik Saydam Hıfzısıhha Merkezi Viroloji Laboratuarında modifiye edilen Capture IgG ELISA yöntemiyle gerçekleştirilmiştir^28,35,36. Bu amaçla; Pleytlerdeki tüm kuyucuklara coating buffer ile 1/1000 oranında dilüe edilmiş anti hiperimmun mouse ascitic fluid (HMAF)'ten (CDC, USA) 100 μl ilave edilmiştir. Pleytlerin üzeri parafinle kapatılarak 4°C'de bir gece inkübe edilmiştir, katı faz hazırlanmıştır. Kaplanmamış boş pleytlere 192 μl master plate serum dilüenti (Skimmilk, Difco, FRANCE) konularak üzerine 8 μl serum (serum dilüsyonu 1/25) ilave edilmiş ve üzeri kapatılarak 56°C'de 30 dakika virus inaktive edilmiş ve deneye kadar 4°C'de saklanmıştır. Pleytler oda ısısına getirilerek, üç kez wash buffer ile yıkanmıştır. Her pleytte (BD Biosciences, USA) 48 numune test edilmiştir, yarısı pozitif, yarısı negatif olacak şekilde ikiye ayrılmıştır. Her pleyt için 5 ml olacak şekilde pleyt sayısı kadar serum dilüentle 1/20 oranında dilüe edilen pozitif CCHF antijeni (SPR 410,CDC, USA) ve negatif kontrol antijen (SPR 733, CDC, USA) hazırlanmıştır. Pozitif işaretli kuyucuklara (A1-D12'ye kadar) dilüe edilmiş pozitif antijen (SPR 410) ve negatif işaretli kuyucuklara (E1-H12'ye kadar) negatif antijenden (SPR 733) 100'er μl konulmuş ve 37°C'de 60 dakika inkübe edilmiştir. Pleytler ELISA yıkayıcıda (ELx50 Biokit-Bioelisa, USA) 3 kez yıkanarak ve 100'er μl serum dilüenti tüm pleyte ilave edilmiştir. Üzerine her serum örneğinden (1/25) pozitif antijen kaplı kuyucuklara ve negatif antijen kaplı kuyucuklara 33 μl konularak yaklaşık 1/100 dilüsyon elde edilmiş ve 37°C'de 60 dakika inkübe edilmiştir. Pleytler üç kez yıkandıktan sonra, konjugat (monoclonal anti-goat/sheep ve anti-bovine IgG clone Gt–34 peroxidase konjugat purified mouse immunoglobulin, Sigma, USA) 1/4000 oranında dilüe edilmiştir. Her kuyucuğa 100 μl konjugat ilave edilmiş ve 37°C'de 60 dakika inkübe edilmiştir. Pleytler üç kez yıkandıktan sonra, ABTS substrat (Kirkegaard & Perry Lab, USA) her pleyt için 5 ml A ve 5 ml B solüsyonu olacak şekilde hesaplanarak hazırlanmıştır. Hazırlanan ABTS substrattan her kuyucuğa 100 μl konulmuş ve 37°C'de 30 dakika inkübe edilmiştir. Gözlenen renk değişimleri 405–410 nm dalga boyunda kolorimetrik olarak ELISA okuyucuda (ELISA System Multiskan, USA) okunmuştur.

Sonuçların Değerlendirilmesi: Seropozitiflik, pleytteki pozitif ve negatif antijenlerin ilave edildiği kuyucuklardaki, serumların optik dansiteleri (OD) değerleri arasında 100 sayısal farklılık bulunan kuyucuklardaki serum örnekleri pozitif kabul edildi. Seropozitiflik ve seronegatiflik oranları yüzde (%) olarak gösterildi (Tablo 2 ve Tablo 3).

Büyütmek İçin Tıklayın

Tablo 2: Sığırların illere göre KKKAV enfeksiyonu yönünden seropozitiflik ve seronegatiflik sayıları ve yüzde oranları (%).

Büyütmek İçin Tıklayın

Tablo 3: Koyunların illere göre KKKAV enfeksiyonu yönünden seropozitiflik ve seronegatiflik sayıları ve yüzde oranları (%).

Koyunlara ait serolojik bulgular: Çalışmada kullanılan 100 koyunun 37'sinin seropozitif (%37), 63'ünün seronegatif (%63) olduğu tespit edildi. Sivas'ta 20 koyunun 12'sinin (%60), Elazığ'da 20 koyunun 10'unun (%50), Tokat'ta 20 koyunun 9'unun (%45), Samsun'da 20 koyunun 4'ünün (%20) ve Yozgat'ta 20 koyunun 2'sinin (%10) seropozitif olduğu gözlendi (Tablo 3).

Büyütmek İçin Tıklayın

Şekil 1: Çalışma materyalinin toplandığı iller

Ülkemize diğer ülkelerden kontrolsüz ve kaçak hayvan girişinin olması, kene populasyonundaki artış ve ülkemizin keneleri taşıyabilen göçmen kuşların geçiş yollarında olması yanında, hastalığın ülkemizde epidemilere yol açması konuya ayrı bir önem kazandırmaktadır.

Ülkemizde KKKAV'nün vektör kenelerdeki teşhisine yönelik çalışmalar bulunmasına karşın, hastalığa karşı çiftlik hayvanlarında antikor varlığını belirlemeye yönelik yeterli sayıda araştırma bulunmamaktadır^9,14,15. Bu çalışma ile Elazığ, Samsun, Sivas, Tokat ve Yozgat illerindeki sığır ve koyunlarda KKKAV enfeksiyonuna karşı oluşan antikorların varlığı araştırıldı.

Sığırlarda farklı yöntemlerle yapılan serolojik araştırmalarda, Irak'ta²¹ CFT ile 411 sığırın 122 sinde (%29.3), İran'da³⁷ AGDPT, HI ve N yöntemleri ile 130 sığırın 23'ünde (%18), yine İran'da³³ ELISA ile 876 sığırın 52'sinde (%5.9), Suudi Arabistan'da²⁵ RPHI testi ile 182 sığırın 1' inde (%0.6), Güney Afrika'da (16) RPHI yöntemi ile 8667 sığırın 2460'ında (%28) Zimbabwe'de 763 sığırın 347'sinde (%45), Umman'da²⁷ ELISA ile 29 sığırın 1'inde (%3), Mısır'da²⁸ 313 sığırın 12'sinde (%3.83), Moritanya'da³¹ IFAT ile 25 sığır serumunun 8'inde (%32) ve Nijerya'da³² AGDPT ile 1164 sığır serumunun %27.5'inde antikor seropozitifliği belirlenmiştir.

Ülkemizde Tokat bölgesinde yapılan araştırmada ELISA ile 400 sığır serumunun %79'unda antikor tespit edilmiştir⁹.

Bu araştırmada, Elazığ, Samsun, Sivas, Tokat ve Yozgat illerinden toplanan 100 sığır serumunun 17'sinde (%17) seropozitiflik belirlendi.

Elde edilen bulgular, İran'da³⁷ (%18) belirlenen seroprevalansa yakın iken, Irak (21) (%29.3), Güney Afrika¹⁶ (%28), Zimbabwe (%45), Moritanya³¹ (%32), Nijerya'da³² (%27.5) belirlenen değerlerden daha düşük, Suudi Arabistan²⁵ (%0.6), Umman²⁷ (%3), Mısır (28) (%3.83) ve İran'dan³³ (%5.9) daha yüksek bulunmuştur. Ülkemizde ise, Tokat bölgesinde sığırlarda %79 oranında antikor pozitifliği belirlenmiştir⁹.

Koyunlarda değişik yöntemlerle yapılan serolojik çalışmalarda; Irak'ta²¹ CFT ile 769 koyunun 443'ünde (%57.6), İran'da³⁷ AGDPT, HI, N yöntemleri ile 728 koyunun 277'inde (%38), İran'ın Hamadan ve Bahar bölgelerinde²⁴ ELISA yöntemi ile 54 koyunun 15'inde (%27.8), İran'ın kuzeydoğusunda²² 298 koyunun %77.5'inde, İsfahan bölgesinde²³ yerleşik 372 koyunun 286'sında (%76.9), ithal edilen 372 koyunun 223'ünde (%57.8), yine İran'da (38) 607 koyun serumunun %32.9'unda, Suudi Arabistan'da²⁵ RPHI testi ile 2162 koyunun 88'inde (%4.1), Umman Sultanat'ta²⁷ ELISA ile 126 koyunun 29'unda (%23), Mısır'ın Sharkia Governorate bölgesinde (28) ELISA ile 270 koyunun 17'sinde (% 6.30) Senegal'in²⁹ dokuz farklı bölgesinde 942 koyun serumunun %10.4'ünde ve Çin'in Xinjiang bölgesinde³⁰ CFT ile 125 koyunun %30'unda antikor seropozitifliği saptanmıştır.

Türkiye'de koyunlarda KKKAV enfeksiyonunun seroprevalansı ile ilgili bilgiyle karşılaşılmadı. Bu çalışmada ise, Elazığ, Samsun, Sivas, Tokat ve Yozgat illerinden toplanan 100 koyun serumunun 37'sinde (%37) seropozitiflik belirlendi.

Elde edilen bulgular, diğer ülkelerle karşılaştırıldığında, İran'daki³⁷ (%38) seroprevalansa yakın iken, Irak²¹ (%57.6), İran'ın İsfahan bölgesi²³ (%57.8–76.9) ve Kuzeydoğu bölgesinden²² (%77.5) düşük, Suudi Arabistan²⁵ (%4.1), Mısır'ın Sharkia Governorate bölgesi²⁸ (%6.30), Senegal²⁹ (%10.4), Umman²⁷ (%23), Çin'in Xinjiang bölgesi³⁰ (%30) ve İran'dakinden³⁸ (%32.9) yüksek bulundu.

Sonuç olarak; bu çalışmada KKKAV enfeksiyonuna karşı sığırlarda %17, koyunlarda ise %37 oranda antikor pozitifliği belirlendi. Bununla birlikte ülkemizde evcil çiftlik hayvanlarının KKKAV enfeksiyonunun epidemiyolojisinde ve bulaşmasındaki rolleri ile ilgili kapsamlı çalışmaların gerekliliği kanısına varıldı.

1) Ergönül Ö. Crimean-Congo hemorrhagic fever. Lancet Infect Dis 2006; 6: 203-214.

2) Watts DM, Kisazek TG, Linthicum KJ, Hoogstraal H. Crimean-Congo Hemorrhagic Fever. In: Monath TP. (Editor). The Arboviruses Epidemiology and Ecology. USA: CRC, Boca Raton, 1988: 177-260.

3) Whitehouse CA. Crimean-Congo hemorrhagic fever. Antiviral Res 2004; 64: 145-160.

4) Simpson DIH, Knight EM, Courtois G, et al. Congo virus a hitherto undescribed virus in Africa. Human isolationclinical notes. East Afr Med J 1967; 44: 87.

5) Casals J. Antigenic similarity between the virus causing Crimean hemorrhagic fever and Congo virus. Proc Soc Exp Biol Med 1969; 131: 233-236.

6) Causey OR, Kemp GE, Madbouly MH, and David-West TS. Congo virus from Domestic Livestock African Hedhog and Artropods in Nigeria. Am J Trop Med Hyg 1970; 19: 846-850.

7) Begum F, Wisseman CL, Casals J. Tick-borne viruses of West Pakistan. IV. Viruses similar to or identical with, Crimean hemorrhagic fever (Congo-Semunya), wad Madani and Pak Argas 461 isolated from ticks of the Changa Manga Forest, Lahore District and of Hunza Gilgit Agency, W.Pakistan. Am J Epidemiol 1970; 92: 197-202.

8) Hoogstraal H. The Epidemiology of tick-borne Crimean- Congo hemorrhagic fever in Asia, Europe and Africa. J Med Entomol 1979; 15: 307-417.

9) Vatansever Z, Uzun R, Estrada-Pena A, Ergönül Ö. Crimean-Congo Hemorrhagic fever in Turkey. In: Ergönül Ö, Whitehouse CA (Editors). Crimean-Congo Hemorrhagic Fever A Global Perspective. 1th Edition, Dordrecht, Netherlands: Springer, 2007: 59-74.

10) Bodur H. Kırım-Kongo Kanamalı Ateşi ve DAS Yönetimi.5.Ulusal Sterilizasyon Dezenfeksiyon Kongresi, 2007: 509-520.

11) Esen B, Gozalan A, Fıtzner J, et al. Crimean-Congo hemorrhagic fever cases in Turkey. Scand J Infect Dis 2007; 39: 332-336.

12) Gözalan A, Akın L, Rolain JM, et al. Epidemiological evaluation of a possible outbreak in and nearby Tokat Province. Mikrobiyol Bul 2004; 38:33-44.

13) Kaya O, Akçam ZF, Nurlu-Temel E, Yaylı G. Bölgemizde Görülen İlk Kırım-Kongo Kanamalı Ateşi Olguları. Klimik Derg 2008; 21: 24-27.

14) Whitehouse CA, Hottel H, Vatansever Z, et al. First Molecular Detection of Crimean-Congo Hemorrhagic Fever Virus in Ticks From Turkey. In: American Society of Tropical Medicine and Hygiene 55th Annual Meeting Atlanta, GA, USA, 2006.

15) Tonbak S, Aktas M, Altay K, et al. Crimean-Congo hemorrhagic fever virus: genetic analysis and tick survey in Turkey. J Clin Microbiol, 2006; 44: 4120-4124.

16) Swanepoel R, Shepherd AJ, Leman PA, et al. Epidemiologic and clinical features of Crimean-Congo hemorrhagic fever in southern Africa. Am J Trop Med Hyg 1987; 36: 120-132.

17) Burt FJ, Swanepoel R and Braack L. Enzyme-linked immunosorbent assays for the detection of antibody Crimean-Congo hemorrhagic fever virus in the sera of livestock and wild vertebrates. Epidemiol Infect 1993; 111: 547-557.

18) Zeller HG, Cornet JP, Camicas JL Diop A. Crimean-Congo hemorrhagic fever in ticks (Acari: Ixodidae) and ruminants: field observations of an epizootic in Bandia, Senegal (1989-1992). J Med Entomol 1997; 34: 511-516.

19) Shepherd AJ, Swanepoel R, Shepherd SP, Searle LA McGillivray GM. Antibody to Crimean-Congo hemorrhagic fever virus in wild mammals from southern Africa. Am J Trop Med Hyg 1987; 36:133-142.

20) Nalça A, Whitehouse CA. Crimean-Congo Hemorrhagic Fever Virus Infection Among Animals. In: Ergönül Ö, Whitehouse CA (Editors). Crimean-Congo Hemorrhagic Fever A Global Perspective. 1th Edition, Dordrecht, Netherlands: Springer, 2007: 155-165.

21) Tantawi HH, Shony MO, Al-Tikriti SK. Antibodies to Crimean-Congo hemorrhagic fever virus in domestic animals in Iraq: a seroepidemiological survey. Int J Zoonoses 1981; 8: 115-120.

22) Bokaie S, Mostafavi E, Haghdoost AA, et al. Crimean Congo Hemorrhagic Fever in Northeast of Iran. J Anim and Vet Adv 2008; 7: 343-350.

23) Ataei B, Touluei HR, Chinikar S, et al. Seroepidemiology of Crimean-Congo hemorrhagic fever in the local and imported sheep in Isfahan province, Iran, 2002. Iran J Clin Infect Dis 2006; 1: 19-23.

24) Telmadarraiy Z, Moradi AR, Vatandoost H, et al. Crimean- Congo Hemorrhagic Fever: A Seroepdemiological and Molecular survey in Bahar, Hamadan Province of Iran. Asian J Anim and Vet Adv 2008; 3: 321-327.

25) Hassanein KM, El-Azazy OM, Yousef HM. Detection of Crimean-Congo hemorrhagic fever virus antibodies in humans and imported livestock in Saudi Arabia. Trans R Soc Trop Med Hyg 1997; 91: 536-537.

26) Khan AS, Maupin GO, Rollin PE, et al. An Outbreak of Crimean–Congo Hemorrhagic Fever in The United Arab Emirates, 1994–1995. Am J Trop Med Hyg 1997; 57: 519- 525.

27) Williams RJ, Al-Busaidy S, Mehta FR et al. Crimean-Congo hemorrhagic fever: a seroepidemiological and tick survey in the Sultanate of Oman. Tropical Medicine and International Health, 2000; 5: 99-106.

28) Mohamed M, Said AR, Murad A, Graham R. A serological survey of Crimean-Congo Hemorrhagic fever in animals in the Sharkia Governorate of Egypt. Veterinaria Italiana 2008; 44: 513-517.

29) Wilson ML, LeGuenno B, Guillaud M, et al. Distribution of Crimean-Congo hemorrhagic fever viral antibody in Senegal: environmental and vectorial correlates. Am J Trop Med Hyg 1990; 43: 557-566.

30) Yen YC, Kong LX, Lee L,et al. Characteristics of Crimean- Congo hemorrhagic fever virus (Xinjiang strain) in China. Am J Trop Med Hyg 1985; 34: 1179-1182.

31) Saluzzo JF, Digoutte JP, Camicas JL, Chauvancy G. Crimean-Congo hemorrhagic fever and Rift Valley fever in south-eastern Mauritania. Lancet 1985;1: 116.

32) Umoh JU, Ezeokoli CD, Ogwu D. Prevalence of antibodies to Crimean-hemorrhagic fever-Congo virus in cattle in northern Nigeria. Int J Zoonoses 1983; 10: 151-154.

33) Lotfollahzadeh S, Nikbakht Boroujeni Gh R, Mokhber Dezfouli MR, Bokaei S. A Serosurvey of Crimean-Congo Hemorrhagic Fever Virus in Dairy Cattle in Iran. Zoonoses and Public Health, In press.

34) Avsic-Zupanc T. Epidemiology of Crimean-Congo Hemorrhagic Fever in the Balkans. In: Ergönül Ö, Whitehouse CA (Editors). Crimean-Congo Hemorrhagic Fever A Global Perspective. 1th Edition, Dordrecht, Netherlands: Springer, 2007: 75-88.

35) Chinikar S, Mazahri V, Mirahmadi R, et al. A serological survey in suspected human patients of Crimean-Congo hemorrhagic fever in Iran by determination of IgM-specific ELISA method during 2000–2004. Arch Iran Med 2005; 8: 52-55.

36) Bryan JP, Iqbal M, Ksiazek TG, et al. Prevalence of sand fly fever, West Nile, Crimean-Congo hemorrhagic fever, and leptospirosis antibodies in Pakistani military personnel. Mil Med 1996; 161: 149-153.

37) Saidi S, Casals J, Faghih MA. Crimean hemorrhagic fever- Congo (CHF-C) virus antibodies in man, and in domestic and small mammals in Iran. Am J Trop Med Hyg 1975; 24: 353-357.

38) Chinikar S, Fayaz A, Mirahmadi R, et al. The specific serological investigation of suspected humans and domestic animals for Crimean-Congo hemorrhagic fever in Iran using ELISA techniques. Iran J Hakim 2002; 4: 294-300.