Kontrol grubuna plasebo (serum fizyolojik), selenyum grubuna ise 0.8 mg/kg/gün selenyum intraperitoneal olarak 20 gün süreyle uygulanmıştır. Çalışmada 20. günün sonunda gruplar yüzdürülüp, yüzme süreleri kaydedilmiştir. Ratlar yüzme işleminden hemen sonra anestezi altında sakrifiye edilmiştir. Kan, kas ve karaciğer doku örneklerinden malondialdehit (MDA), glutatyon (GSH) düzeyi, katalaz ve glutatyon peroksidaz (GSH-Px) enzim aktiviteleri belirlenmiştir. Kas ve karaciğer doku örneklerinde HO-1 ve Nrf2 protein ekpresyon düzeylerine Western blot tekniğiyle bakılmıştır. Elde edilen verilere göre; Gruplar arasında yüzme süresi yönüyle bir fark bulunmamıştır (P>0.05). Karaciğer ve kas dokusu MDA düzeyinin selenyum grubunda kontrol grubuna göre anlamlı düzeyde düşük olduğu görülmüştür (P<0.05). Karaciğer GSH düzeyinde selenyum grubunda kontrol grubuna göre anlamlı artış tespit edilmiştir (P<0.05). Kas, plazma ve karaciğer dokusunda, GSH-Px düzeyinde selenyum grubunda kontrol grubuna göre olarak anlamlı artış görülmüştür (P<0.05). Karaciğer dokusu HO-1 ve Nrf2 protein ekpresyon düzeyi selenyum grubunda anlamlı düzeyde yüksek bulunmuştur (P<0.01).

Sonuç olarak tükeninceye kadar yüzdürülen ratlarda selenyum uygulaması, oksidatif stresi azaltıp antioksidan aktiviteyi ve Nrf2 ve HO-1 protein ekspresyon düzeylerini arttırmıştır, yüzme sürelerini ise etkilememiştir.

Canlılarda iç ve dış faktörlerin etkisiyle sürekli olarak serbest radikaller oluşturulur. Oluşan bu zararlı moleküllerin çevredeki yapılarla reaksiyona girmesiyle organizmada hasarlar ortaya çıkmaktadır ⁵. Bu hasarların oluşmaması ve oluşan zararların onarılmasında antioksidan sistem görev almaktadır. Enzimatik ve enzimatik olmayan türler içeren bu sistem serbest radikalleri çeşitli yöntemlerle zararsız hale getirmeyi amaçlamaktadır ⁶.

Katalaz (CAT) tüm hücrelerde bulunan antioksidan bir enzimdir. Peroksizomlarda toksik maddelerin zararsız hale getirilmesi için bol miktarda bulunmaktadır. Hidrojen peroksitin (H₂O₂) su ve oksijene parçalanmasında görev alır ⁷. Katalaz ile aynı göreve sahip olan glutatyon peroksidaz (GSH-Px), hücre membranı bütünlüğünün korunması ve hemolize karşı dayanıklılık oluşturması yönüyle önemli bir antioksidandır ⁸. Sitozol çekirdek ve mitokondride bulunan Glutatyon (GSH) güçlü bir antioksidandır. GSH-Px'in gerçekleştirdiği reaksiyonlarda kullanılır ve okside glutatyona çevrilir ⁹. Malondialdehit (MDA) lipit peroksidasyonun invitro belirteçlerinden biri olup egzersiz sırasında düzeyinin arttığı belirtilmektedir ¹⁰. Selenyumun (Se) canlıda immün sistemi desteklemek, hormon sentezinde görev almak, ürogenital sisteme katkı sunmak gibi faydalarının yanında, GSH-Px’in yapısına katılmak gibi önemli bir görevi vardır. Dışardan hazır olarak alınması gereken bu iz elementin eksikliğinde kardiyovasküler, hormonal ve pulmoner rahatsızlıklar ortaya çıkmaktadır ¹¹. Antioksidan takviyenin sporcu sağlığı ve performansı üzerin etkisi bilimsel çalışmalara uzun süredir konu olmaktadır. Sporcular genelde yüksek antioksidan ile beslenmektedir ¹². Kasın kasılması için asgari miktarda Reaktif Oksijen Türlerine (ROS) ihtiyaç duyulmaktadır. Ancak artan ROS miktarı çeşitli yollarla kas performansını olumsuz etkilemektedir ^{13, 14}.

Oksidatif strese karşı antioksidan yanıtın oluşmasında Nrf2 görev almaktadır. Sitozolde, Keap1’e bağlı bulunan bu protein, oksidatif stres gibi birçok faktöre bağlı olarak çekirdeğe transloke olur ve antioksidan yanıtı başlatır ¹⁵.

Hem oksijenaz (HO) enzimi; hem molekülünü, safra pigmentlerinden biliverdin’e katalize etmektedir. Reaksiyon sırasında açığa çıkan, hem molekülünün α-methen köprüsündeki karbon atomu ile Fe+2 gibi yan ürünler antioksidan aktiviteye yardımcı olmaktadır. Oksidatif ürünler oluştuğunda özellikle karaciğerde bol miktarda üretilmektedir ¹⁶.

Bu çalışmada önemli bir antioksidan olan Se’nin, tükeninceye kadar yüzdürülen ratlarda yüzme süresi, MDA ve glutatyon düzeyi, katalaz ve GSH-PX aktivitesi, oksidatif stresle ilişkili olan Nrf2, HO-1 protein düzeylerine olan etkisi araştırılmıştır.

Çalışmada ağırlıkları 300±30 gram 2-3 aylık 18 adet erkek Wistar-Albino rat kullanılmıştır. Ratlar 12 saat aydınlık 12 saat karanlık ortamda ve 25±3°C ve %60-65 nem düzeyine sahip standart kafeslerde beslenmiştir. Besin olarak standart rat yemi (Korkuteli Yem, Antalya/ Türkiye) ve şebeke suyu ad-libitum olarak verilmiştir.

Ratlar, her grupta 9 adet olacak şekilde kontrol ve selenyum olarak iki gruba ayrılmıştır. Her iki gruba uygulama öncesi ve sonrası yüzme egzersizi yaptırılmıştır. Kontrol grubuna; plasebo olarak serum fizyolojik, selenyum grubuna ise; 0.8 mg/kg dozda Se intraperitoneal olarak 20 gün süreyle uygulanmıştır.

Yüzme Egzersizi: Deneysel uygulamalar başlamadan önce her iki gruptaki ratlar adaptasyon için, su sıcaklığı 32-34°C olan Morris yüzme tankında yüzdürülmüştür ¹⁷. Ratlar yüzmeye adapte olduktan bir gün sonra; uygulama öncesi ve sonrasında her iki gruptaki ratlar, ayrı olacak şekilde, tükenme belirtileri oluşana kadar yüzdürülmüş ve yüzme süreleri kayıt altına alınmıştır.

Ratlar, uygulama sonrası yapılan yüzme egzersizinden hemen sonra anestezi (ksilazin 10 mg/kg/ ketamin 60 mg/kg) altında sakrifiye edilerek kan, karaciğer ve kas örnekleri alınmıştır. Alınan kan örneklerden plazma elde edilmiş ve analiz edilinceye kadar –20°C’de saklanmıştır. Plazma, kas ve karaciğer örneklerinden MDA, GSH düzeyi, katalaz ve GSH-Px aktiviteleri belirlenmiştir. Ayrıca kas ve karaciğer doku örneklerinden HO-1 ve Nrf2 protein ekpresyon düzeyleri Western blot tekniğiyle belirlenmiştir.

Doku Örneklerinin Hazırlanması: Alınan kas ve karaciğer dokuları soğuk zinciri korunarak tartılıp cam tüplere aktarıldı. Dokuların üzerine 1/10 oranında Tris Tamponu (pH:7.4) ilave edilerek homojenizatörde homojenize edildi. Hazırlanan bu homojenat +4°C soğutmalı santrifüjde 45 dakika süre ile 3500 rpm’de santrifüj edilerek süpernatant elde edildi. Elde edilen süpernatant kısmından MDA, GSH düzeyleri ile GSH-Px ve CAT enzim aktivitesi belirlendi.

Plazma, karaciğer ve kasların MDA düzeyleri, Placer ve ark. ¹⁸’nın belirttiği spektrofotometrik yöntem, CAT enzim aktivitesi Goth ¹⁹'un belirttiği yöntem, indirgenmiş glutatyon düzeyi Sedlak ve Lindsay ²⁰’ın belirttiği yöntem, GSH-Px enzim aktivitesi Lawrence ve ark. ²¹ belirttiği yöntem ile belirlenmiştir. Dokuların protein tayini bikinkoninik asit (BCA) metoduna göre spektrofotometrik olarak belirlenmiştir ²².

Western blot analizi için her kuyucuğa aynı miktarda protein, poliakrilamid jele yüklenip elektroforetik olarak yürütülmüştür ²³ ve SDS-PAGE’nin ardından spesifik proteinler Western blotlama tekniği kullanılarak poliviniliden diflorit (PVDF) membrana aktarılmıştır ²⁴. Daha sonra PVDF membranlar, nonspesifik bağlanmaları engellemek amacıyla, bloklama solüsyonu ile muamele edilmiştir. Bloklamanın ardından membranlar Nrf2, HO-1 ve beta aktin primer antikorlarıyla inkübasyona bırakılmıştır. Ardından uygun sekonder antikorlarla muamele edilen membranlarda kemilüminesan konjugat (ECL) kullanılarak elde edilen bantlar kemilüminesans görüntüleme sisteminde (Biorad ChemiDocTM XRS+) görüntülenmiştir. Elde edilen görüntülerdeki bant yoğunlukları uygun analiz sistemi (Biorad Image LabTM Software version 5.2.1. Biorad Laboratories, Inc, ABD) ile ölçülmüştür. Protein ekspresyon düzeyleri internal kontrol olarak kullanılan beta aktine göre normalize edilmiştir ²⁵.

Çalışmada kullanılan kimyasal maddeler analitik saflıkta olup oksidatif stres için Merck (Almanya), Sigma (ABD) firmalarından temin edilmiştir. Western blot analizinde Nrf2 için Thermo, HO-1 için Abcam (İngiltere) firmasından alınan antikorlar kullanılmıştır.

Çalışmada elde edilen sonuçların normal dağılım gösterip göstermediği Shapiro-Wilk normallik analizi ile belirlenmiştir. Shapiro-Wilk normallik analizi sonucu verilerin normal dağılım gösterdiği tespit edilmiştir. Gruplar arasında karşılaştırma yapmak için Bağımsız t testi yapılmıştır. Anlamlılık düzeyi olarak P<0.05 kabul edilmiştir. İstatistiksel analizler için IBM SPSS Statistics 22 paket programı kullanılmıştır. Veriler X±SD olarak verilmiştir.

Büyütmek İçin Tıklayın

Tablo 1: Antioksidan parametreleri (X±SD)

Büyütmek İçin Tıklayın

Tablo 2: Yüzme süreleri ve lipit peroksidasyon düzeyleri (X±SD)

Gruplar arasında CAT aktivitesinde anlamlı bir fark olmamasına rağmen (P>0.05), GSH-Px aktivitesinde tüm dokularda anlamlı bir fark bulunmuştur (P<0.05). GSH düzeyinde ise, sadece karaciğer dokusunda gruplar arasında anlamlı bir fark tespit edilmiştir (P<0.05).

Yüzme Süreleri: Yüzme süreleri Tablo 2’de gösterilmiştir. Grupların yüzme süreleri arasında istatistiksel olarak anlamlı bir fark bulunmamıştır (P>0.05).

HO-1 ve Nrf2 Protein Ekpresyon Düzeyleri: Kas ve karaciğer HO-1 ve Nrf2 protein ekpresyon düzeyleri Şekil 1, 2, 3 ve 4’de verilmiştir.

Büyütmek İçin Tıklayın

Şekil 1: Kas HO-1 protein ekspresyon düzeyi; ortalama, SD, P>0.05

Büyütmek İçin Tıklayın

Şekil 2: Karaciğer HO-1 protein ekspresyon düzeyi; ortalama, SD, **P<0.01

Büyütmek İçin Tıklayın

Şekil 3: Kas Nrf2 protein ekspresyon düzeyi; ortalama, SD, P>0.05

Büyütmek İçin Tıklayın

Şekil 4: Karaciğer Nrf2 protein ekspresyon düzeyi; ortalama, SD, **P<0.01

Kontrol grubuna kıyasla selenyum grubunda Karaciğer HO-1 ve Nrf2 protein ekspresyon düzeyleri anlamlı olmasına rağmen, (P<0.01), kas dokusunda anlamlı bir fark bulunmamıştır (P>0.05).

Egzersiz ile artan serbest radikaller kas yorgunluğuna sebep olarak performansı sınırlayabilir ²⁸. Antioksidan takviyenin uzun vadede egzersiz performansına etkisi olumsuz ya da nötr olduğu belirtilmektedir. Antioksidan takviye etkisinin egzersiz türüne ve şiddetine göre farklı etki gösterebildiği bildirilmektedir ²⁹. Hornberger ve ark. ³⁰ Se eksikliğinin kas fonksiyonlarında eksikliğe sebep olduğunu bildirmiştir. Ratlara Se takviyesinin yapıldığı bir çalışmada egzersiz kapasitesi yönüyle bir fark oluşmadığı görülmüştür ³¹. İnsanlarda 10 hafta boyunca yapılan Se takviyesinin egzersiz kapasitesini etkilemediği tespit edilmiştir ³². Bu çalışmada Se verilen ve verilmeyen grupta yüzme süresi yönüyle anlamlı bir fark bulunmamıştır (P>0.05). Bu durumun sebebi ratlardaki mevcut Se seviyesinin yeterli olması olabilir. Ayrıca antioksidan savunmayı oluşturan birden çok elemanın olması Se’nin tek başına ortaya çıkardığı etkiyi maskeleme ihtimali bulunmaktadır.

Oksidatif stresin invitro göstergelerinden birisi de MDA olarak bilinmektedir. Artan ROS ile birlikte oksidan-antioksidan denge bozulmaktadır. Egzersiz ile tüketilen oksijen miktarının artmasına bağlı olarak MDA seviyesinin artması beklenmektedir ³³. MDA düzeyinin lipit peroksidasyonla uyumlu olarak egzersiz sırasında arttığı belirtilmiştir ¹⁰. Akil ve ark. ³⁴ ratlarda yüzme egzersizi sonrasında MDA seviyesinin arttığını bulmuştur. Se takviyesiyle, egzersize bağlı artan MDA seviyesinin düştüğünü gösteren çalışmalar vardır ^{34, 35}. Bu çalışmada Se takviyesi yapılan ratlarda MDA seviyesinin karaciğer ve kas dokusunda daha düşük seviyede olduğu bulunmuştur (P<0.05). Karaciğer ve kas dokusunun antioksidan yönüyle zengin olması ve Se’nin en çok depo edildiği yapıların karaciğer/kas olması bu sonucun sebebi olabilir.

Katalaz H₂O₂’nin su ve oksijene parçalanmasında görev alan ve özellikle karaciğerde bol miktarda bulunan bir antioksidan enzimdir. Görev olarak GSH-Px ile benzerlik göstermektedir. Ancak oksidasyonun konsantrasyonuna göre afiniteleri değişmektedir. Egzersiz ile CAT seviyesinin değiştiği belirtilmektedir. Ancak sonuçlar birbirinden farklı çıkabilmektedir ³⁶. Çelik ve ark. ³⁷ yaptığı çalışmada akut egzersizin kan dokusunda CAT seviyesini değiştirmediğini ve bunun kuvvetli birinci basamak antioksidan aktiviteyle ilgili olduğu bildirilmiştir. Ohno ve ark. ³⁸ sedanter bireylerde yaptığı çalışmada 10 haftalık egzersiz sonrasında CAT aktivitesinin kan dokuda değişmediğini bulmuştur. Bu çalışmada plazma ile kas ve karaciğer dokusunda CAT aktivitesinin Se takviyesiyle değişmediği bulunmuştur (P>0.05). Bunun GSH-Px aktivitesinin artmasıyla ilgili olduğunu tahmin edilmektedir. Aynı göreve sahip olan GSH-Px kuvvetli etkinliğiyle CAT aktivitesinin artmasına gerek duymadan oksidasyonu azaltmış olabilir.

Glutatyon; sitozol, mitokondri ve çekirdekte bulunan güçlü bir antioksidandır. Doğrudan hidroksil radikalini temizleyebilir ya da GSH-Px’in reaksiyonuna sübstrat olarak katılıp H₂O₂ ve lipit peroksitleri zararsız hale getirebilir ⁹. Akil ve ark. ³⁴ ratlara yaptırdıkları akut yüzme egzersizi sonrasında, Se uygulanan ratların GSH düzeylerinin anlamlı derecede yüksek olduğunu tespit etmiştir. Kas, karaciğer ve kan dokusunda yorucu egzersiz sonrasında GSH düzeyinin arttığı bir başka çalışmada gösterilmiştir ³⁹. Bu çalışmada yorucu yüzme egzersizi sonrasında Se uygulanan ratların karaciğer GSH seviyesi anlamlı derecede yüksek (P<0.05) olmasına rağmen, kas ve plazma GSH düzeylerinde anlamlı bir fark bulunmamıştır. Antioksidan aktivitenin en fazla karaciğerde gerçekleşmesinin bu sonuç üzerinde etkisi olduğu düşünülebilir.

GSH-Px, hidroperoksitleri ve H₂O₂’nin oksidatif etkisini önleyen ve yapısında Se içeren önemli bir antioksidandır. Özellikle karaciğerde bol miktarda bulunan bu antioksidan, lipit peroksitleri uzaklaştırarak hücre bütünlüğünün sürdürülmesine önemli katkı sunmaktadır ⁴⁰. Egzersizle GSH-Px aktivitesinin arttığı belirtilmiştir ⁴¹. Calamari ve ark. ⁴² atlara 28 gün boyunca Se takviyesi yapmış ve Se verilen ratların kan GSH-Px aktivitesinde artış tespit etmişlerdir. İnsanlara günlük olarak verilen 200 μg Se, karaciğer ve kas dokusu GSH-Px aktivitesinin arttığı görülmüştür ⁴³. Bu çalışmada tükeninceye kadar yüzdürülen ratlarda, Se takviyesi yapılan grupta karaciğer, kas ve plazma GSH-Px aktivitesi anlamlı düzeyde yüksek çıkmıştır (P<0.05). Bu sonuç, Se’nin GSH-Px yapısına katılıp onu aktif hale getirmesiyle ilgili olabilir.

Egzersiz sırasındaki kas kasılmasının hücrede Nrf2 düzeyini arttırdığı belirtilmektedir ⁴⁴. 90 dakikalık koşu egzersizi sonrasında kas doku Nrf2 düzeyinin yükseldiği ve egzersiz süresi arttıkça Nrf2 düzeyinin de arttığı gösterilmiştir ⁴⁵. Bu çalışmada Se takviyesi yapılan grupta karaciğer dokusu Nrf2 miktarı anlamlı düzeyde yüksek bulunmuştur (P<0.01). Karaciğer dokusunun antioksidan aktivite bakımından zengin olması ve Nrf2’nin antioksidan aktiviteyi başlatan ve destekleyen bir protein olması bu sonucu desteklemektedir.

HO-1 oksidan hem’in ortadan kaldırılmasında görevlidir ve oksidatif stresin azaltılmasına yardımcı olan bir proteindir ⁴⁶. Oksidatif strese yol açan sebepler HO-1 düzeyini artırmaktadır. Oksidatif strese neden olan egzersizin de HO-1 ekspresyonunu artırdığı bildirilmektedir ⁴⁷. Ratlarda yapılan bir çalışmada 9 haftalık yüzme egzersizinin kalp kasında ve damar düz kaslarında HO-1 düzeyini artırdığı gösterilmiştir ⁴⁸. Bizim çalışmamızda da Se takviyesi yapılan ratların karaciğer dokusu HO-1 protein miktarı anlamlı düzeyde yüksek bulunmuştur (P<0.01). Karaciğer dokusunun antioksidanlarca zengin olması ve Nrf2’nin antioksidan aktiviteyi destekleme yöntemlerinden birinin de HO-1 düzeyini artırmak olması bu sonucu desteklemektedir.

Sonuç olarak, egzersizin oksidatif strese yol açtığı ve Se’nin önemli bir antioksidan olduğu yapılan bu çalışmada da görülmüştür. Selenyum verilen grupta MDA düzeylerinin daha düşük çıkması ve Se’nin yapısına katıldığı GSH-Px aktivitesinin Se verilen grupta daha yüksek bulunması, Se takviyesinin önemiyle ilgili olabilir. Genel literatür ile uyumlu olarak, antioksidan takviyenin oksidatif hasarı azaltırken egzersiz performansını iyileştirmediği görülmüştür.

1) Doğanay S. Akut Yorucu Egzersiz Yaptırılan Ratlarda Kan ve Karaciğer Oksidan/Antioksidan Sistemler Üzerine Bilberrynin Etkileri. Doktora Tezi, Erzurum: Atatürk Üniversitesi, Sağlık Bilimleri Enstitüsü, 2014.

2) Kılıç Ş. Egzersiz Uygulanan Ratlarda L-Karnitin Takviyesinin Kaslarda Bazı Anabolik ve Katabolik Sinyal Yolakları Üzerine Etkisi. Yüksek Lisans Tezi, Elazığ:Fırat Üniversitesi, Sağlık Bilimleri Enstitüsü, 2019.

3) Vider J, Lehtmaa J, Kullisaar T, et al. Acute immune response in respect to exercise-induced oxidative stress. Pathophysiology 2001; 7: 263-270.

4) Sahlin K, Cizinsky S, Warholm M, et al. Repetitive static muscle contractions in humans -a trigger of metabolic and oxidative stress? Eur J Appl Physiol Occup Physiol 1992; 64: 228-236.

5) Sen CK. Antioxidant and redox regulation of cellular signaling: Introduction. Med Sci Sports Exerc 2001; 33: 368-370.

6) Powers SK, Lennon SL. Analysis of cellular responses to free radicals: Focus on exercise and skeletal muscle. Proc Nutr Soc 1999; 58: 1025-1033.

7) Antunes F, Han D, Cadenas E. Relative contributions of heart mitochondria glutathione peroxidase and catalase to H2O2 detoxification in in vivo conditions. Free Radic Biol Med 2002; 33: 1260-1267.

8) Mehtap B. Deneysel Dı yabet Oluşturulmuş Sıçanlarda Egzersı zı n Antı oksı dan Sı stem ve Bazı Kan Parametrelerı ne Etkı sı . Doktora Tezi, Konya: Selçuk Üniversitesi, Sağlık Bilimleri Enstitüsü, 2017.

9) Sen S, Chakraborty R. “The Role of Antioxidants in Human Health”. https://pubs.acs.org/doi/pdf/10.1021/bk-2011-1083.ch001/ 20.5.2022.

10) Ji LL. Oxidative stress during exercise: Implication of antioxidant nutrients. Free Radic Biol Med 1995; 18: 1079-1086.

11) Rayman MP. The importance of selenium to human health. Lancet 2000; 356: 233-241.

12) Gomez-Cabrera MC, Domenech E, Viña J. Moderate exercise is an antioxidant: Upregulation of antioxidant genes by training. Free Radic Biol Med 2008; 44: 126-131.

13) Coombes JS, Powers SK, Rowell B, et al. Effects of vitamin E and α-lipoic acid on skeletal muscle contractile properties. J Appl Physiol 2017; 90: 1424-1430.

14) Dawson B, Henry GJ, Goodman C, et al. Effect of vitamin C and E supplementation on biochemical and ultrastructural indices of muscle damage after a 21 km run. Int J Sports Med 2002; 23: 10-15.

15) Nguyen T, Nioi P, Pickett CB. The Nrf2-antioxidant response element signaling pathway and its activation by oxidative stress. J Biol Chem 2009; 284: 13291-13295.

16) Terzioğlu D. Tı roı t Kanserlerı nde Hemoksı jenaz ve Prolı daz Enzı m Aktı vı telerı le Oksı datı f Stress Parametrelerı Aras ndakı İl şk n n İ ncelenmesı . Uzmanlık Tezi, İstanbul: İstanbul Üniversitesi Cerrahpaşa Tıp Fakültesi, 2013.

17) Alan Ö. Uzun Süreli Yüzme Egzersizinin Sol Ventrikül Amlc1 Proteini Üzerine Etkisi. Yüksek Lisans Tezi, Ankara: Hacettepe Üniversitesi, Sağlık Bilimleri Enstitütüsü; 2009.

18) Placer ZA, Cushman LL, Johnson BC. Estimation of product of lipid peroxidation in biochemical systems. Anal Biochem 1966; 16: 359-364.

19) Goth L. A simple method for determination of serum catalase activity and revision of reference range. Clin Chim Acta 1991; 196: 143-151.

20) Sedlak J, Lindsay RH. Estimation of total, protein-bound, and nonprotein sulfhydryl groups in tissue with Ellman’s reagent. Anal Biochem 1968; 25: 192-205.

21) Lawrence RA, Burk RF. Glutathione peroxidase activity in selenium-deficient rat liver. Biochem Biophys Res Commun 1976; 71: 952-958.

22) Smith PK, Krohn RI, Hermanson GT, et al. Measurement of protein using bicinchoninic acid. Anal Biochem 1985; 150: 76-85.

23) Mallia AK, Frovenzano MD, Fujimoto EK, et al. Measurement of protein using bicinchoninic acid. Anal Biochem 1985; 85: 1-2.

24) Towbin H, Staehelint T, Gordon J. Electrophoretic transfer of proteins from polyacrylamide gels to nitrocellulose sheets. Biochemistry 1979; 76: 4350-4354.

25) Bass JJ, Wilkinson DJ, Rankin D, et al. An overview of technical considerations for Western blotting applications to physiological research. Scand J Med Sci Sports 2017; 27: 4-25.

26) Aguiló A, Tauler P, Fuentespina E, et al. Antioxidant response to oxidative stress induced by exhaustive exercise. Physiol Behav 2005; 84: 1-7.

27) Rayman MP. Selenium and human health. Lancet 2012; 379: 1256-1268.

28) Narkhede AN, Jagtap SD, Nirmal PS, et al. Anti-fatigue effect of Amarkand on endurance exercise capacity in rats. BMC Complement Altern Med 2016; 16: 1-7.

29) Merry TL, Ristow M. Do antioxidant supplements interfere with skeletal muscle adaptation to exercise training? J Physiol 2016; 594: 5135-5147.

30) Hornberger TA, McLoughlin TJ, Leszczynski JK, et al. Selenoprotein-deficient transgenic mice exhibit enhanced exercise-ınduced muscle growth. J Nutr 2018; 133: 3091-3097.

31) Lang JK, Gohil K, Packer L, Burk RF. Selenium deficiency, endurance exercise capacity, and antioxidant status in rats. J Appl Physiol 2017; 63: 2532-2535.

32) Margaritis I, Tessier F, Prou E, et al. Effects of endurance training on skeletal muscle oxidative capacities with and without selenium supplementation. J Trace Elem Med Biol 1997; 11: 37-43.

33) Tessier F, Margaritis I, Richard, Jean M, et al. Selenium and training effects on the glutathione system and aerobic performance. Med Sci Sport Exerc 2006; 27: 390-396.

34) Akil M, Gürbüz U, Biçer M, et al. Effect of selenium supplementation on lipid peroxidation, antioxidant enzymes, and lactate levels in rats immediately after acute swimming exercise. Biol Trace Elem Res 2011; 142: 651-659.

35) Galan-Chilet I, Tellez-Plaza M, Guallar E, et al. Plasma selenium levels and oxidative stress biomarkers: A gene-environment interaction population-based study. Free Radic Biol Med 2014; 74: 229-236.

36) Urso ML, Clarkson PM. Oxidative stress, exercise, and antioxidant supplementation. Toxicology 2003; 189: 41-54.

37) Çelik A, Varol R, Yasemin D, et al. Akut Egzersizin futbolcularda Antioksidan sistem parametrelerine etkisi. Beden Eğitimi ve Spor Bilim Derg 2007; 5: 167-172.

38) Ohno H, Yahata T, Sato Y, et al. Physical training and fasting erythrocyte activities of free radical scavenging enzyme systems in sedentary men. Eur J Appl Physiol Occup Physiol 1988; 57: 173-176.

39) Sachdev S. Production, detection, and adaptive responses to free radicals in exercise. Free Radic Biol Med 2008; 44: 215-223.

40) Günaldı M. Kan Selenyum Düzeyı ve Glutatyon Peroksı daz Aktı vı tesı nı n Akut Mı yokart Enfarktüsü Gelı şı mı Üzerı ne Etkı sı . Uzmanlık Tezi, İstanbul: Okmeydanı Eğitim Araştırma Hastanesi, 2009.

41) Sen CK. Glutathione homeostasis in response to exercise training and nutritional supplements. Mol Cell Biochem 1999; 196: 31-42.

42) White SH, Johnson SE, Bobel JM, et al. Dietary selenium and prolonged exercise alter gene expression and activity of antioxidant enzymes in equine skeletal muscle. J Anim Sci 2016; 94: 2867-2878.

43) Tessier F, Hida H, Favier A, et al. Muscle GSH-Px activity after prolonged exercise, training, and selenium supplementation. Biol Trace Elem Res 1995; 47: 279-285.

44) Yamada M, Iwata M, Warabi E, et al. p62/SQSTM1 and Nrf2 are essential for exercise-mediated enhancement of antioxidant protein expression in oxidative muscle. FASEB J 2019; 33: 8022-8032.

45) Done AJ, Traustadóttir T. Nrf2 mediates redox adaptations to exercise. Redox Biol 2016; 10: 191-199.

46) Poss KD, Tonegawa S. Reduced stress defense in heme oxygenase 1-deficient cells. Proc Natl Acad Sci USA 1997; 94: 10925-10930.

47) Thompson D, Basu-Modak S, Gordon, Matthew, et al. Exercise-induced expression of heme oxygenase-1 in human lymphocytes. Free Radic Res 2005; 39: 63-69.

48) Ren C, Qi J, Li W. The effect of moderate-intensity exercise on the expression of HO-1 mRNA and activity of HO in cardiac and vascular smooth muscle of spontaneously hypertensive rats. Can J Physiol Pharmacol 2016; 94: 448-454.