Piliçlerin barınması için gerekli çevresel şartların sağlanamaması ve mevcut şartlarda yapılan ani değişiklikler hayvanlarda strese sebep olur. Stresin ilk göstergesi bazı fizyolojik parametrelerdeki (kan hormon ve enzim düzeyleri, bazı hücresel değişiklikler, vücut sıcaklığı, kalp atış hızı vs.) değişikliktir^7,8. Stresin devam etmesi oksidatif stresi tetikleyebilir^9,10. Bu aşamada piliçlerin performansında görülen düşüşler, hastalık ve ölüm oranındaki artışlar ortaya çıkar^11-13. Vücut antioksidan savunma sistemiyle bu radikalleri uzaklaştırmaya çalışır. Hastalıklar ve ölüm antioksidan metabolizmanın yetersiz kaldığının işareti sayılabilir^9,13.

Işığın şiddeti, rengi, aydınlatma süresi kanatlıların fizyolojik fonksiyonlarını etkileyen çevresel şartlardır, özellikle mikro çevredeki değişiklikler hayvanları etkilemekte ve strese sebep olabilmektedir^14,15.

Araştırmanın çıkış noktası, işletmede 22. haftada beyaz aydınlatma düzeninde meydana gelen elektrik arızası nedeniyle ani olarak sarı aydınlatma düzenine geçilmesi ve durumun hayvanlar üzerinde meydana getirdiği davranış değişiklikleridir. Bu doğrultuda mevcut stresi ortaya koymak için oluşturulan deneme düzeninde, etlik piliç ebeveynlerinde yumurtlama öncesi uygulanan aydınlatma programında yapılan değişikliklerin piliçlerin vücut sıcaklıkları ve oksitatif stres parametreleri üzerine olan etkilerini tespit etmek amaçlanmıştır.

Büyütmek İçin Tıklayın

Tablo 1: İşletmenin Ross-308 ebeveynleri için uyguladığı aydınlatma programı

Kontrol ve test grupları 21 haftalığa kadar aynı aydınlatma programına tabii tutulmuş, 21. hafta beyaz ışığa geçilmiş ve ışığın şiddeti de tedrici olarak >40 lüx civarına getirilmiştir. Beyaz ışık uygulamasından bir hafta sonra sadece test gruplarında 22-24. haftalarda piliçler 3 günlük aralıklarla her uygulamada yarım saat süreyle 8 lüxten 20 lüxe kadar artan ışık şiddetinde sarı ışığa maruz bırakılmış, bu uygulama 4 kez yapılmıştır. Kontrol gruplarında münferit program takip edilmiştir. Kimyasal analizler için kullanılacak kan materyali 24. haftada her kümeste uygulamayı müteakip bir saat içinde koltuk altı toplardamarından alınmıştır. İncelenen parametreler için her gruptan 15 erkek, 15 dişi materyal seçilmiştir. Kan numuneleri analizler yapılıncaya kadar -30 °C'de muhafaza edilmiştir. Vücut sıcaklıkları aynı hayvanlardan, kan örnekleri alınmadan önce hayvanların kloakasından dijital termometre ile ölçülmüştür.

Kimyasal analizler: EDTA'lı tüplere yeterli miktarda alınan kan numuneleri en kısa zamanda laboratuvara getirilmiştir. Kanlar 3000 rpm'de 5 dakika santrifüj edildikten sonra plazmaları ayrılmıştır. EDTA'lı kanlar serum fizyolojik ile 3 defa yıkanarak eritrositler çalışmada kullanılmak üzere -30ºC'de muhafaza edilmiştir. Eritrositlerde süperoksit dismutaz (SOD), katalaz (CAT), glutatyon peroksidaz (GSH-Px), glutatyon (GSH), hemoglobin miktarlarının, plazmada ise malondialdehit (MDA) ile hemoglobin miktarlarının tayinleri yapılmıştır.

Plazma lipid peroksidasyon tayini için; MDA, Matkovics ve ark.¹⁶ tarafından modifiye edilen Placer ve ark.¹⁷ yöntemine göre ölçülmüştür. Bu yöntem lipid peroksidasyonunun aldehit ürünlerinden biri olan MDA'nın tiyobarbitürik asit (TBA) ile reaksiyonu temeline dayanır. Oluşan MDA, TBA ile pembe renkli bir kompleks oluşturmakta absorbansı 532 nm'de spektrofotometrik olarak ölçülerek lipid peroksidasyonunun derecesi saptanmaktadır.

Eritrosit SOD aktivitesinin tayini, ksantin-ksantin oksidaz sistemi ile üretilen süperoksit radikalinin nitroblue tetrazolium'u (NBT) indirgeyerek renk oluşması esasına dayanan Sun ve ark.¹⁸'nın bildirdiği metoda göre yapılmıştır. Bu şekilde üretilen süperoksit radikalinin NBT'yi indirgemesi 560 nm'de maksimum absorbans veren mavi renkli formazon oluşumu ile sonlanır.

Eritrosit GSH-Px aktivitesinin tayini, Lawrance ve Burk¹⁹'un yöntemine göre ölçülmüştür. Hemolizattaki GSH-Px, GSH'yi ve glutatyon disülfit bağını okside ederler. Renk ajanı olarak 5,5-ditiyo-bis [2-nitrobenzoik asit] (DTNB) solüsyonu ile karıştırılması sonucu hem kör hem de örneklerde meydana gelen sarı renk kompleksinin 412 nm'de spektrofotometre ile okunması sonucu belirlenir.

Eritrosit CAT aktivitesi Aebi²⁰'nin yöntemine göre yapılmıştır. CAT enzimi hidrojen peroksiti (H₂O₂) yıkarak su (H₂O) ve oksijene (O₂) dönüştürür.

Eritrosit GSH düzeyi Sedlak ve Lindsay²¹'ın tarif ettiği şekilde belirlenmiştir. Bu metot renk ajanı olarak DTNB eklendiğinde sülfhidril gruplarının oldukça stabil sarı renk oluşturması temeline dayanan spektrofotometrik bir yöntemdir.

Plazma protein miktarı Lowry ve ark.²²'nın yöntemine göre ölçülmüştür. Alkali bakır tartarat ayracı peptid bağları ile kompleks yapar. Her 7 veya 8 amino asit artığı 1 atom bakır bağlar. Fenol ayıracı, bakır ile muamele edilmiş karışıma ilave edildiğinde mor-mavi renk şekillenir. Oluşan renk spektrofotometrede 546 nm'de okunur.

Eritrositte hemoglobin tayini siyanomethemoglobin yöntemi²³ ile yapılmıştır. Ferrosiyanür hemoglobindeki Fe⁺²'yi oksitleyerek Fe⁺³'e çevirir ve hemoglobinin methemoglobine dönüşmesini sağlar. Bunu takiben potasyum siyanid ile stabil bir pigment olan siyanomethemoglobin meydana gelir. Oluşan renk spektrofotometrede 546 nm'de okunur.

İstatistiki analiz: Aydınlatma programı, cinsiyet ve bu parametreler arasındaki interaksiyonları incelemek için araştırma 2 x 2 faktöriyel deneme düzeninde hazırlanmış, veriler General Linear Model (GLM) prosedürü kullanılarak çift yönlü varyans analizi ile karşılaştırılmıştır²⁴.

Büyütmek İçin Tıklayın

Tablo 2: Yumurtlama öncesi aydınlatma programında yapılan değişikliklerin etlik piliç ebeveynlerinde vücut sıcaklığı ve oksidatif stres parametreleri üzerine etkisi

Sonuç olarak, etlik piliç ebeveynlerinin bir çevre faktörü olan ışık uyarımına yumurtlama öncesi dönemde çok hassas olduğu, bu dönemde bilinçli ve bilinçsiz olarak yapılan ve süregelen uygulamaların piliçleri fizyolojik olarak etkileyebildiği ve oksidatif strese sebep olabildiği ortaya koyulmuştur.

1) Kamata H, Hirata H. Redox regulation of cellular signalling. Cell Signal 1999; 11: 1-14.

2) Wang Y, Oberley LW, Murhammer DW. Antioxidant defense systems of two Lepidopteran insect cell lines. Free Radic Biol Med 2001; 30: 1254-1262.

3) Lopez-Martinez G, Elnitsky MA, Benoit JB, Lee Jr, Denlinger DL. High resistance to oxidative damage in the Antarctic midge Belgica antarctica, and developmentally linked expression of genes encoding superoxide dismutase, catalase and heat shock proteins. Insect Biochem Mol Biol 2008; 38: 796–804.

4) Halliwell B, Gutteridge JM. Free Radicals in Biology and Medicine. 1st Edition, Oxford: Oxford University Press, 1999: 110-115.

5) Stadtman ER, Levine RL. Free radical-mediated oxidation of free amino acids and amino acid residues in proteins. Amino Acids 2003; 25: 207-218.

6) Imlay JA, Linn S. DNA damage and oxygen radical toxicity. Science 1988; 240: 1302-1309.

7) Thaxton JP, Stayer P, Ewing M, Rice J. Corticosterone in commercial broilers. J Appl Poult Res 2005; 14: 745-749.

8) Khalil AM, Matsui K, Takeda K. Influence of sudden changes in management program on physiological and behavioral parameters in hens. Anim Science 2004; 75: 253-259.

9) Simsek UG, Dalkilic B, Ciftci M, Yuce A. The influences of different stocking densities on some welfare indicators, lipid peroksidation (MDA), antioxidant enzyme activities (GSH, GSH-Px, CAT) in broiler chickens. J Anim Vet Adv 2009; 8: 1568-1572.

10) Lin H, Decuypere E, Buyse J. Oxidative stress induced by corticosterone administration in broiler chickens (Gallus gallus domesticus) I Chronic exposure. Comp Biochem Physiol 2004; 139: 737-744.

11) Simsek UG, Ciftci M, Cerci IH, et al. Impact of stocking density and feeding regimen on broilers: Performance, carcass traits and bone mineralization. J App Anim Res 2011; 39: 230-233.

12) Yang XJ, Li WL, Feng Y, Yao HJ. Effects of immune stress on growth performance, immunity and cecal microflora in chickens. Poult Sci 2011; 90: 2740-2746.

13) Rajani J, Karimi Torshizi MA, Rahimi S. Control of ascites mortality and improved performance and meat self-life in broilers using feed adjuncts presumed antioxidant activity. Anim Feed Sci Tecno 2011; 170: 239-245.

14) Bayram A. Sürekli ve Kısa Gün Aydınlatma Programlarının Etlik Piliçlerde Gelişme ve Davranış Özelliklerine Etkileri. Yüksek Lisans Tezi, İzmir: Ege Üniversitesi, Fen Bilimleri Enstitüsü, 2006.

15) Olanrewaju HA, Thaxton JP, Dozier WA, et al. A review of lighting programs for broiler production. Inter J Poult Sci 2006; 5: 301-308.

16) Matkovics B, Szabo I, Varga IS. Determination of enzyme activities in lipid peroxidation and glutathione pathways (in Hungarian). Lab Diag 1988; 15: 248-249.

17) Placer ZA, Cushmann LL, Johnson BC. Estimation of products of lipid peroxidation in biochemical systems. Anal Biochem 1966; 16: 359-364.

18) Sun Y, Oberley LW, Li Y. A simple method for clinical assay of superoxide dismutase. Clin Chem 1988; 34: 497- 500.

19) Lawrence RA, Burk RF. Glutathione peroxidase activity in selenium-deficient rat liver. Bioch Bioph Res Com 1976; 71: 952-958.

20) Aebi H. Catalase in vitro. Meth Enzymol 1984; 105: 121-126.

21) Sedlak J, Lindsay RHC. Estimation of total protein bound and nonprotein sulfhydryl groups in tissue with Ellmann's reagent. Anal Biochem 1968; 25: 192-205.

22) Lowry OH, Rosebrough NJ, Farr AL, Randall RJ. Protein measurement with the folin phenol reagent. J Biol Chem 1951; 193: 265-275.

23) Tietz NW. Textbook of Clinical Chemistry. Philadelphia: WB Sounders Co PA, 1986.

24) Kalaycı Ş. SPSS Uygulamalı Çok Değişkenli İstatistik Teknikleri. 2. Baskı, Ankara: Asil Yayın, 2006.

25) Gutteridge JMC, Halliwel B. The measurement and mechanism of lipid peroksidation in biological systems. Trends Biochem Sci 1990; 15: 129-135.

26) Halliwell B, Gutterıdge JMC. Rol of free radicals and catalytic metal ions in human disease: an overview. Method Enzymol 1989; 186: 1-17.

27) Seven İ, Tatlı Seven P, Yılmaz S. Responses of broilers under cold conditioning (15 ºC) to dietary triiodothyronine and iodine combined to antioxidants (selenium and vitamin C). Kafkas Univ Vet Fak Derg 2009; 15: 499-504.

28) Akkuş İ. Serbest Radikaller ve Fizyopatolojik Etkileri. Konya: Mimoza Yayınları, 1995.

29) Gilpin NW, Wright MJJ, Dickinson G, et al. Influences of activity wheel access on the body temperature response to MDMA and methamphetamine. Pharmacol Biocem Behav 2011; 99: 295-300.

30) Queiroz SA, Cromberg VU. Aggressive behaviour in the genus Gallus spp. Braz J Poult Sci 2006; 8: 1-14.

31) Hayashida S, Oka T, Mera T, Tsuji S. Repeated social defeat stress induces chronic hyperthermia in rats. Physiol Behav 2010; 101: 124-131.

32) Yee N, Plassmann K, Fuchs E. Juvenile stress impairs body temperature regulation and augments anticipatory stress-induced hyperthermia responses in rats. Physiol Behav 2011; 104: 408-416.

33) Sheng W, Jiu Y. Molecular mechanism of the protective effect of lutein against retinal damage induced by blue-light in rats. Nutr and Food Hyg 2010; 39(6): 689-692.

34) Lin H, Decuypere E, Buys J. Acute heat stress induces oxidative stress in broiler chickens. Comp Biochem Physiol 2006; 144: 11-17.

35) Baran D, Paduraru I, Saramet A, Petrescu E, Haulica I. Influence of light-dark cycle alteration on free radical level in rat cns. Rom J Physiol 2000; 37: 23-38.